Introducción

La identificación y observación directa de las características microscópicas de los mohos toxígenos es muy importante en el laboratorio de micología, ya que generalmente al observar su micromorfología podemos determinar el género e incluso la especie al cual corresponde. Para ello es necesario elaborar preparaciones las cuales pueden ser temporales elaboradas con agua y/o un colorante o semipermanentes con algún medio de montaje y si es necesario un colorante especialmente cuando las estructuras fúngicas son hialinas.

Preparaciones semipermanentes

Con una aguja de disección o asa microbiológica previamente flameada en un mechero, dejar enfriar y bajo condiciones de asepsia tome una porción pequeña de la colonia del hongo.

Colóquela en un portaobjetos sobre una gota de medio de montaje y/o colorante, dilacerar cuidadosamente el fragmento miceliar.

Colocar un cubreobjetos dejándolo caer cuidadosamente de forma inclinada sobre la muestra, para evitar la formación de burbujas de aire, si queda exceso de colorante o medio de montaje en el borde del cubreobjetos quitar el excedente con un pañuelo desechable o un cotonete, también se puede presionar ligeramente con la goma de un lápiz para eliminar las burbujas de aire. Si desea conservar por un mayor periodo de tiempo la preparación sellar el borde del cubreobjetos con varias capas de barniz de uñas transparente, dejar secar.

Observar en el microscopio compuesto de campo claro.

Preparación temporal con cinta adhesiva

Para elaborar preparaciones temporales una técnica útil es la de cinta adhesiva transparente (también llamada técnica de bandera) la cual permite observar estructuras frágiles (origen de los conidios, cadenas de conidios, entre otras) de los hongos que en una preparación semipermanente en ocasiones es difícil de lograr.

Corte un fragmento de cinta adhesiva (1.5 a 2 cm) y colóquela en la punta de una aguja de disección o asa micológica, bajo condiciones de asepsia abra la caja de Petri con la colonia de hongo y con el lado del pegamento presione ligeramente la colonia.

Posteriormente coloque el fragmento de la cinta con el pegamento hacia abajo sobre un portaobjetos con una gota de agua destilada, medio de montaje y/o colorante.

Si lo considera conveniente puede colocar un cubreobjetos sobre la muestra y un poco más de colorante o medio de montaje si es necesario. Observar en el microscopio compuesto de campo claro.

Medios de montaje

Ácido láctico.
Preserva las estructuras fúngicas al provocar un cambio de gradiente osmótico con relación al interior de la célula, lo que genera una película protectora. Se le puede adicionar fucsina ácida, o azul de algodón al ácido láctico (0.1 w/v) para observar y examinar las estructuras fúngicas.

Alcohol polivinílico

Preparación

El alcohol polivinílico se disuelve en el agua destilada, se agita fuertemente y se le adicionan los 10 ml de ácido láctico y el mililitro de glicerol. Para homogenizar si es necesario de esteriliza por 5 min. Se deja reposar por 4 h. Vaciar y conservar en un frasco gotero ámbar. Una vez elaboradas las preparaciones, se dejan secar a 40°C por 24 a 36 h.

Usos

Se emplea para la observación de estructuras microscópicas de diferentes especies de hongos. Este medio de montaje permite conservar las preparaciones por un periodo de tiempo largo, además presenta la ventaja que no se tiene que sellar la preparación con barniz de uñas.

Colorantes

Fucsina ácida

Empleado para la tinción de hongos microscópicos.

Fucsina ácida 1.0 g
Agua destilada 100 ml

Mezclar el colorante con el agua destilada y conservar en un frasco gotero ámbar a temperatura ambiente.

Azul de algodón acidificado.

Es un colorante ácido también conocido como azul de anilina, que tiñe el citoplasma y la quitina presente en la pared de las células fúngicas.

Azul de algodón 0.1 g
Agua destilada 100 ml
Ácido láctico (85%) 50 ml

Mezclar vigorosamente el azul de algodón con el agua, adicionar el ácido y mezclar de nuevo, conservar en un frasco gotero ámbar a temperatura ambiente.

Azul de algodón no acidificado

Sirve para teñir la mayoría de las estructuras fúngicas.

Azul de algodón 0.05 g
Agua destilada 100 ml

Mezclar vigorosamente el azul de algodón con el agua destilada, conservar en un frasco gotero ámbar a temperatura ambiente.

Bibliografía

Crous, P.W, Verkley, G.J.M., Groenewald, J.Z. y Samson, R. A. 2009. Fungal Biodiversity. CBS-KNAW, Utrecht, The Netherlands. 269 pp.
López-Jácome, L., Hernández-Duran, M., Colín-Castro, C., Ortega-Peña, S., Cerón-González, G. y Franco-Cedejas, R. 2014. Las tinciones básicas en el laboratorio de microbiología. Investigación en discapacidad Medigraphic, 3(1): 10-18 p.
Mier, T., Toriello C., y Ulloa M. 2002. Hongos microscópicos saprobios y parásitos: Métodos de Laboratorio. Universidad Autónoma Metropolitana e Instituto de Biología, UNAM. México, D.F. 90 pp.

Ir a la siguiente sección:

Protocolo de producción de aflatoxinas